Measuring Potency of Cell and Gene Therapy Products / Misurazione della potenza dei prodotti per la terapia genica e cellulare

Measuring Potency of Cell and Gene Therapy Products / Misurazione della potenza dei prodotti per la terapia genica e cellulare

Segnalato dal Dott. Giuseppe Cotellessa / Reported by Dr. Giuseppe Cotellessa

Fig. 1: Importance of potency assays for gene and cell therapies during product development. / Importanza dei test di potenza per le terapie geniche e cellulari durante lo sviluppo del prodotto.

The last decade has seen a rapid development in cell and gene therapies (CGT), which now offer promising solutions for diseases that couldn’t be adequately treated by traditional pharmaceuticals. Potency assays that measure the product-specific biological activity in a disease-relevant system are required by regulatory agencies to grant approval to CGT products (ICH 1999, FDA 2011, EMA 2016, EMA 2019). This article introduces the common challenges and analytical tools available for the development of potency assays for CGT products and explores the importance of selecting the appropriate assays during product development.

Cell and Gene Therapies in Brief

CGT are composed of a diverse group of medicinal products. Cell therapies (inclduing ex vivo gene therapies) involve the transfer of cells with a relevant function into the patient. Cells can have different origins, i.e., human (autologous or allogeneic), different differentiation stages, i.e., stem cells or differentiated cells, and can be genetically modified to exert the intended therapeutic effect (EMA 2019). In genetically modified cell therapy, a functional transgene is transfected into cells ex vivo using viral (for example, lentiviruses) or nonviral (e.g., electroporation) vectors. Next, the modified cells are administered to the patient where the transgene will promote a therapeutic effect. Examples of these therapies include chimeric antigen receptor (CAR) T cells and genetically modified human stem cells (HSCs) (EMA 2019, El-Kadiry et al. 2021). Gene therapies, in turn, involve the direct administration of genetic material into the patient to regulate or modify the genes of somatic cells in situ (Gonçalves and Paiva 2017, EMA 2019). Gene therapies generally target wellcharacterized genetic diseases. Gene augmentation therapies aim to replace a missing or aberrant protein within the cell to modulate the disease state. In this case, the transgene typically contains a DNA sequence that needs to be transcribed into mRNA and translated into a functional protein. In gene-silencing gene therapies, the transgene expresses a small RNA (for example, microRNA or small interfering RNA) that reduces the expression of  an endogenous gene in the target cells to modulate the disease state. The therapeutic transgene can be delivered to the patient using different viral vectors such as adenoassociated viruses (AAVs) or nonviral vectors, such as lipid nanoparticles (van Haasteren et al. 2020). An example of gene therapy is gene replacement for spinal muscular atrophy.

Why Is it Important to Measure Potency?

As with all pharmaceuticals, CGT products must meet rigorous safety guidelines to ensure their efficiency and safety. Potency assays for CGT products should measure molecular, biochemical, immunologic, phenotypic, physical, and biological characteristics as well as the relevant therapeutic activity or intended biological effect of the product or mechanism of action (MOA). Importantly, CGT products are complex and may rely on two or more MOAs, in which case each of these must be individually measured. Potency assays can be either in vitro or in vivo tests and are essential during multiple stages of the product life cycle, from early development to clinical trials (Figure 1). Potency assays are required for lot release testing, to show conformation testing, comparability studies, and stability testing. These tests are used to demonstrate that only products that meet these standards will be used during all phases of clinical investigation and following market approval.

Challenges to Potency Assay Development

Determining the biological activity of CGT products is not easy. Potency should be determined based on the individual product attributes, meaning that specific potency assays must be developed for each product. Further, depending on the complexity of the product, a combination of multiple assays may be needed to adequately measure potency. There is no available guidance from regulatory agencies on which techniques or assays to use, therefore it is up to the company/research institute to develop their own set of potency assays. The inherent variability of starting materials presents a challenge during the development of robust potency assays; for example, donor cells are variable, and viruses are prone to errors during replication. There are also often restrictions on the lot size and material available for testing, as is the case of single-dose therapy that use autologous cells suspended in a small volume. Limited stability of the products (for example, low cell viability) as well as the lack of appropriate reference standards (for example, autologous cells, novel gene vectors) are other common problems. Further, CGT products often involve multiple active ingredients (for example, a combination of multiple cell lines or gene vectors, mixtures of peptides pulsed tumor and/or immunomodulatory cells) that can interfere or have synergic effects. This can result in complex MOAs and represent a hurdle for potency assay development. Complex MOAs can also derive from cells or genes with multiple effector functions, or products that require multiple steps for function (for example, infection, integration, and expression of a transgene). Finally, potency assays should also be able to measure the fate of the product in vivo. This requires monitoring of cell migration from the site of administration, cellular differentiation into the desired cell type, viral/ cellular replication, viral vector infection, and uncoating and transgene expression.

Analytical Tools

Potency assays for CGT biotherapeutics must reflect both expression and activity. They should therefore test that the transgene is delivered to the cell, correctly expressed, and translated into a functional protein. When viruses are used to deliver the genetic material, potency assays should also characterize the quality and quantity of these viral vectors. All this can be achieved using a variety of analytical methods. For example, immunoassays such as the enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and western   blot (WB) can be used to validate protein expression of the transgene and confirm the identity and purity of viral vectors (Figure 2). Both immunoassays detect and quantify a specific protein in a complex mixture using chromogenic, fluorescent, or luminescent readouts (Aydin 2015, Gil 2021).The principal advantage of WB over ELISA is its specificity; since the proteins in the mixture are first separated according to physical properties, such as size, WB is less likely to give false-positive results. Flow cytometry (FC) allows researchers to verify the expression of proteins on the cell surface and, thus, confirm transgene expression in genetically modified cells (Figure 3). FC can be used to validate transfection, measure the functional effects of gene editing, enrich cell populations, and quantify cell viability (Cheung et al. 2020). In addition, FC also enables the identification and quantification of multiple cell subsets in heterogeneous mixtures based on their cell surface marker expression, a technique known as immunophenotyping. It can be used to measure the concentration and status of therapeutic cells or disease associated cells. This has many applications including confirming successful harvesting of therapeutic cells from donors, control of therapeutic cell dose prior to administration, assessing therapeutic cell persistence, activity or retention and monitoring patient response and residual disease. High performance liquid chromatography (HPLC) is another important analytical tool used to determine the purity and intactness of viral constructs (Figure 3) (Transfiguracion et al. 2020). Cell-based assays and polymerase chain reaction (PCR)- based assays can be used to determine virus titers and infectivity (Figure 3). Cell-based assay measurements, such as the 50% tissue culture infectious dose (TCID50), quantify the cytopathic effects of a virus on an inoculated host cell culture (Lei et al. 2021). On the other hand, PCRbased assays amplify and quantify the viral genome. Realtime quantitative PCR (qPCR) is a relatively quantitative method to measure infectivity. However, it doesn’t provide absolute quantification and is thus considered an analog measurement. On the other hand, Droplet Digital™ PCR (ddPCR™) does not require extrapolation, standard curves, or references and allows absolute (digital) quantification. This revolutionary tool not only enables validation of virus titers and infectivity, but also precise quantification of transgene expression levels.

Fig. 2: Comparison of Western Blot and ELISA techniques. +++ means best, $$$ means most expensive /  Confronto tra tecniche Western Blot ed ELISA. +++ significa migliore, $$$ significa più costoso

Fig. 3: Overview of common techniques used in determining potency of cell and gene therapy products. +++ means best, $$$ means most expensive. / Panoramica delle tecniche comuni utilizzate per determinare la potenza dei prodotti di terapia cellulare e genica. +++ significa migliore, $$$ significa più costoso.

Quantification of RNA can be achieved using similar methods that use reverse transcription (RT) previous to amplification by PCR (for example, RT-qPCR and RT-ddPCR). More recently, a new method known as one-step RT-ddPCR was developed to determine expression of AAV vectors and the potency of AAV-RNAi vectors (Figure 4) (Clarner et al. 2021). This method has a simple workflow, allows for duplexing reactions, and enables absolute and precise RNA quantification without standard materials.

Potency Assay Tips

Potency assays for genetically modified cell therapies and gene therapies that use viral vectors share some foundations. In both cases, the first step involves validating the physical properties and the infectivity of the delivery viral vector. During early-stage development, scientists can use WB as a reliable and quick method to assess viral identity without having to invest in expensive equipment and materials. Similarly, they can use simple methods as electrophoresis and gel staining for purity analysis. During late-stage development, they adopt Droplet Digital PCR technology as a quick and sensitive method for detecting contaminants such as mycoplasma and host cell DNA. ELISA can also be used at this stage to detect host cell proteins. In addition, using a multiplex assay targeting multiple portions of the viral genome, Droplet Digital PCR allows scientists to quickly and easily assess and characterize the intactness of viral particles. The second shared step is to test the presence of the transgene in the delivery vector. This can be achieved using PCR-based methods such as qPCR and Droplet Digital PCR, that offer scientists reliable and precise quantification as well as a quick turnaround time to test infectivity. The third step is the validation of protein expression. During early-stage development, scientists can use WB to quickly evaluate protein expression and optimize viral constructs. In later stages, scientists developing cell therapies can use flow cytometry to validate protein expression on the surface of therapeutic cells. During gene therapies development, researchers can use Droplet Digital PCR as an analytical and quantitative readout of gene expression that correlates with ELISA results with  higher sensitivity and precision. For example, one-step RT-ddPCR can be used to precisely measure transgene transcripts (for example, transgene mRNA in gene augmentation therapies, or small RNA in gene-silencing gene therapies). After these three steps, the validation procedures diverge for cell and gene therapies. Cell therapies require two final steps: testing the viability of the modified therapeutic cell (achieved using flow cytometry) and testing the MOA of the therapeutic cell. The type of assay used for the latter will depend on the particular product. Typically, for anticancer therapy products (for example, CAR T cells) killing assays need to be performed.

Fig 4: Overview of Droplet Digital PCR workflow. / Panoramica del flusso di lavoro Droplet Digital PCR.

The last step for gene therapies involves the development of assays to validate the MOA of the therapeutic protein, which will be dependent on the genetic disease or disorder being addressed. For example, the MOA of genesilencing strategies can be demonstrated by quantifying the downregulation of target mRNA. Thus, scientists can demonstrate functional potency using methods such as one-step RT-ddPCR and/or WB to quantitate the levels of the target mRNA or protein, respectively. Both assays may be used in parallel to show consistency. Bio-Rad™ Laboratories, Inc. offer different products to help scientists to develop accurate potency assays during cell and gene therapies development (Figure 5). For example, Bio-Rad Stain-Free western blotting is a fast (it can be done in approximately 4 hours) and lowcost method that allows for more reliable quantitation. Additionally, Bio-Rad one-step RT-ddPCR offers scientists an exceptional tool to measure transgene expression with higher precision and accuracy.

Fig 5: Bio-Rad solutions for potency assays. / Soluzioni Bio-Rad per test di potenza.

Conclusions

Robust potency assays for cell and gene therapies provide essential information about the efficacy, safety, and pharmacodynamic profiles of these products. Potency assays must be performed at different stages of the product manufacturing workflow development and are a prerequisite to obtaining approbation by regulatory agencies. Bio-Rad offers a broad range of analytical tools to help biopharma scientists develop these assays efficiently.

ITALIANO

L'ultimo decennio ha visto un rapido sviluppo delle terapie cellulari e geniche (CGT), che ora offrono soluzioni promettenti per malattie che non potrebbero essere adeguatamente curate dai farmaci tradizionali. Le analisi di potenza che misurano l'attività biologica specifica del prodotto in un sistema rilevante per la malattia sono richieste dalle agenzie di regolamentazione per concedere l'approvazione ai prodotti CGT (ICH 1999, FDA 2011, EMA 2016, EMA 2019). Questo articolo introduce le sfide comuni e gli strumenti analitici disponibili per lo sviluppo di test di potenza per i prodotti CGT ed esplora l'importanza di selezionare i test appropriati durante lo sviluppo del prodotto.

Terapie cellulari e geniche in breve

I CGT sono composti da un gruppo eterogeneo di medicinali. Le terapie cellulari (comprese le terapie geniche ex vivo) comportano il trasferimento di cellule con una funzione rilevante nel paziente. Le cellule possono avere origini diverse, cioè umane (autologhe o allogeniche), diversi stadi di differenziazione, cioè cellule staminali o cellule differenziate, e possono essere geneticamente modificate per esercitare l'effetto terapeutico desiderato (EMA 2019). Nella terapia cellulare geneticamente modificata, un transgene funzionale viene trasfettato in cellule ex vivo utilizzando vettori virali (ad esempio, lentivirus) o non virali (ad esempio, elettroporazione). Successivamente, le cellule modificate vengono somministrate al paziente dove il transgene promuoverà un effetto terapeutico. Esempi di queste terapie includono le cellule T del recettore dell'antigene chimerico (CAR) e le cellule staminali umane geneticamente modificate (HSC) (EMA 2019, El-Kadiry et al. 2021). Le terapie geniche, a loro volta, comportano la somministrazione diretta di materiale genetico nel paziente per regolare o modificare i geni delle cellule somatiche in situ (Gonçalves e Paiva 2017, EMA 2019). Le terapie geniche mirano generalmente a malattie genetiche ben caratterizzate. Le terapie di potenziamento genico mirano a sostituire una proteina mancante o aberrante all'interno della cellula per modulare lo stato della malattia. In questo caso, il transgene contiene tipicamente una sequenza di DNA che deve essere trascritta in mRNA e tradotta in una proteina funzionale. Nelle terapie geniche di silenziamento genico, il transgene esprime un piccolo RNA (ad esempio, microRNA o piccolo RNA interferente) che riduce l'espressione di un gene endogeno nelle cellule bersaglio per modulare lo stato della malattia. Il transgene terapeutico può essere somministrato al paziente utilizzando diversi vettori virali come virus adenoassociati (AAV) o vettori non virali, come le nanoparticelle lipidiche (van Haasteren et al. 2020). Un esempio di terapia genica è la sostituzione genica per l'atrofia muscolare spinale.

Perché è importante misurare la potenza?

Come per tutti i prodotti farmaceutici, i prodotti CGT devono soddisfare rigorose linee guida sulla sicurezza per garantire la loro efficienza e sicurezza. I test di potenza per i prodotti CGT dovrebbero misurare le caratteristiche molecolari, biochimiche, immunologiche, fenotipiche, fisiche e biologiche, nonché l'attività terapeutica pertinente o l'effetto biologico previsto del prodotto o il meccanismo d'azione (MOA). È importante sottolineare che i prodotti CGT sono complessi e possono fare affidamento su due o più MOA, nel qual caso ciascuno di questi deve essere misurato individualmente. I test di potenza possono essere test in vitro o in vivo e sono essenziali durante più fasi del ciclo di vita del prodotto, dallo sviluppo iniziale agli studi clinici (Figura 1). I test di potenza sono necessari per i test di rilascio del lotto, per mostrare test di conformazione, studi di comparabilità e test di stabilità. Questi test vengono utilizzati per dimostrare che solo i prodotti che soddisfano questi standard saranno utilizzati durante tutte le fasi dell'indagine clinica e dopo l'approvazione del mercato.

Sfide allo sviluppo del test di potenza

Determinare l'attività biologica dei prodotti CGT non è facile. La potenza dovrebbe essere determinata in base agli attributi dei singoli prodotti, il che significa che devono essere sviluppati specifici test di potenza per ciascun prodotto. Inoltre, a seconda della complessità del prodotto, potrebbe essere necessaria una combinazione di più saggi per misurare adeguatamente la potenza. Non ci sono indicazioni disponibili da parte delle agenzie di regolamentazione su quali tecniche o test utilizzare, quindi spetta all'azienda/istituto di ricerca sviluppare il proprio set di test di potenza. La variabilità intrinseca dei materiali di partenza rappresenta una sfida durante lo sviluppo di solidi test di potenza; ad esempio, le cellule del donatore sono variabili ed i virus sono soggetti ad errori durante la replicazione. Spesso ci sono anche restrizioni sulla dimensione del lotto e sul materiale disponibile per i test, come nel caso della terapia monodose che utilizza cellule autologhe sospese in un piccolo volume. La stabilità limitata dei prodotti (ad esempio, bassa vitalità cellulare) e la mancanza di standard di riferimento appropriati (ad esempio, cellule autologhe, nuovi vettori di geni) sono altri problemi comuni. Inoltre, i prodotti CGT spesso coinvolgono più ingredienti attivi (ad esempio, una combinazione di più linee cellulari o vettori genici, miscele di peptidi tumorali pulsati e/o cellule immunomodulatorie) che possono interferire o avere effetti sinergici. Ciò può comportare MOA complessi e rappresentare un ostacolo per lo sviluppo del test di potenza. I MOA complessi possono anche derivare da cellule o geni con più funzioni effettrici o prodotti che richiedono più passaggi per funzionare (ad esempio, infezione, integrazione ed espressione di un transgene). Infine, i test di potenza dovrebbero anche essere in grado di misurare il destino del prodotto in vivo. Ciò richiede il monitoraggio della migrazione cellulare dal sito di somministrazione, la differenziazione cellulare nel tipo cellulare desiderato, la replicazione virale/cellulare, l'infezione del vettore virale e l'uncoating e l'espressione del transgene.

Strumenti analitici

I test di potenza per i bioterapici CGT devono riflettere sia l'espressione che l'attività. Dovrebbero quindi verificare che il transgene sia consegnato alla cellula, correttamente espresso e tradotto in una proteina funzionale. Quando i virus vengono utilizzati per fornire il materiale genetico, i test di potenza dovrebbero anche caratterizzare la qualità e la quantità di questi vettori virali. Tutto ciò può essere ottenuto utilizzando una varietà di metodi analitici. Ad esempio, i test immunologici come il saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) e il western blot (WB) possono essere utilizzati per convalidare l'espressione proteica del transgene e confermare l'identità e la purezza dei vettori virali (Figura 2). Entrambi i test immunologici rilevano e quantificano una proteina specifica in una miscela complessa utilizzando letture cromogeniche, fluorescenti o luminescenti (Aydin 2015, Gil 2021). Il principale vantaggio del WB rispetto all'ELISA è la sua specificità; poiché le proteine nella miscela vengono prima separate in base a proprietà fisiche, come la dimensione, è meno probabile che WB dia risultati falsi positivi. La citometria a flusso (FC) consente ai ricercatori di verificare l'espressione delle proteine sulla superficie cellulare e, quindi, confermare l'espressione del transgene in cellule geneticamente modificate (Figura 3). La FC può essere utilizzata per convalidare la trasfezione, misurare gli effetti funzionali dell'editing genico, arricchire le popolazioni cellulari e quantificare la vitalità cellulare (Cheung et al. 2020). Inoltre, FC consente anche l'identificazione e la quantificazione di più sottoinsiemi di cellule in miscele eterogenee in base alla loro espressione di marcatore di superficie cellulare, una tecnica nota come immunofenotipizzazione. Può essere utilizzato per misurare la concentrazione e lo stato delle cellule terapeutiche o delle cellule associate alla malattia. Ciò ha molte applicazioni, tra cui la conferma del successo della raccolta di cellule terapeutiche da donatori, il controllo della dose cellulare terapeutica prima della somministrazione, la valutazione della persistenza, attività o ritenzione cellulare terapeutica e il monitoraggio della risposta del paziente e della malattia residua. La cromatografia liquida ad alte prestazioni (HPLC) è un altro importante strumento analitico utilizzato per determinare la purezza e l'integrità dei costrutti virali (Figura 3) (Transfiguracion et al. 2020). Per determinare i titoli e l'infettività del virus è possibile utilizzare analisi basate su cellule ed analisi basate sulla reazione a catena della polimerasi (PCR) (Figura 3). Le misurazioni dei saggi cellulari, come la dose infettiva della coltura tissutale al 50% (TCID50), quantificano gli effetti citopatici di un virus su una coltura di cellule ospiti inoculate (Lei et al. 2021). D'altra parte, i saggi basati sulla PCR amplificano e quantificano il genoma virale. La PCR quantitativa in tempo reale (qPCR) è un metodo relativamente quantitativo per misurare l'infettività. Tuttavia, non fornisce una quantificazione assoluta ed è quindi considerata una misurazione analogica. D'altra parte, Droplet Digital™ PCR (ddPCR™) non richiede estrapolazione, curve standard o riferimenti e consente la quantificazione assoluta (digitale).

Questo strumento rivoluzionario non solo consente la convalida dei titoli e dell'infettività del virus, ma anche la precisa quantificazione dei livelli di espressione del transgene.

La quantificazione dell'RNA può essere ottenuta utilizzando metodi simili che utilizzano la trascrizione inversa (RT) prima dell'amplificazione mediante PCR (ad esempio, RT-qPCR e RT-ddPCR). Più recentemente, è stato sviluppato un nuovo metodo noto come RT-ddPCR in una fase per determinare l'espressione dei vettori AAV e la potenza dei vettori AAV-RNAi (Figura 4) (Clarner et al. 2021). Questo metodo ha un flusso di lavoro semplice, consente reazioni duplex e consente la quantificazione assoluta e precisa dell'RNA senza materiali standard.

Suggerimenti per l'analisi della potenza

I test di potenza per le terapie cellulari geneticamente modificate e le terapie geniche che utilizzano vettori virali condividono alcune basi. In entrambi i casi, il primo passaggio prevede la convalida delle proprietà fisiche e dell'infettività del vettore virale di consegna. Durante la fase iniziale dello sviluppo, gli scienziati possono utilizzare il WB come metodo affidabile e rapido per valutare l'identità virale senza dover investire in attrezzature e materiali costosi. Allo stesso modo, possono utilizzare metodi semplici come l'elettroforesi e la colorazione su gel per l'analisi della purezza. Durante lo sviluppo in fase avanzata, adottano la tecnologia Droplet Digital PCR come metodo rapido e sensibile per rilevare contaminanti come il micoplasma e il DNA della cellula ospite. ELISA può anche essere utilizzato in questa fase per rilevare le proteine della cellula ospite. Inoltre, utilizzando un test multiplex mirato a più porzioni del genoma virale, Droplet Digital PCR consente agli scienziati di valutare e caratterizzare rapidamente e facilmente l'integrità delle particelle virali. Il secondo passaggio condiviso consiste nel testare la presenza del transgene nel vettore di consegna. Ciò può essere ottenuto utilizzando metodi basati sulla PCR come qPCR e Droplet Digital PCR, che offrono agli scienziati una quantificazione affidabile e precisa, nonché tempi di risposta rapidi per testare l'infettività. Il terzo passaggio è la convalida dell'espressione proteica. Durante la fase iniziale dello sviluppo, gli scienziati possono utilizzare WB per valutare rapidamente l'espressione proteica e ottimizzare i costrutti virali. Nelle fasi successive, gli scienziati che sviluppano terapie cellulari possono utilizzare la citometria a flusso per convalidare l'espressione proteica sulla superficie delle cellule terapeutiche. Durante lo sviluppo delle terapie geniche, i ricercatori possono utilizzare Droplet Digital PCR come lettura analitica e quantitativa dell'espressione genica correlata ai risultati ELISA con maggiore sensibilità e precisione. Ad esempio, la RT-ddPCR in una fase può essere utilizzata per misurare con precisione i trascritti del transgene (ad esempio, l'mRNA del transgene nelle terapie di potenziamento genico o il piccolo RNA nelle terapie geniche di silenziamento genico). Dopo questi tre passaggi, le procedure di validazione divergono per le terapie cellulari e geniche. Le terapie cellulari richiedono due passaggi finali: testare la vitalità della cellula terapeutica modificata (ottenuta mediante citometria a flusso) e testare il MOA della cellula terapeutica. Il tipo di dosaggio utilizzato per quest'ultimo dipenderà dal particolare prodotto. In genere, per i prodotti di terapia antitumorale (ad esempio, cellule CAR T) è necessario eseguire test di uccisione.

L'ultimo passaggio per le terapie geniche prevede lo sviluppo di test per convalidare il MOA della proteina terapeutica, che dipenderà dalla malattia genetica o dal disturbo da affrontare. Ad esempio, il MOA delle strategie di genesilencing può essere dimostrato quantificando la downregulation dell'mRNA target. Pertanto, gli scienziati possono dimostrare la potenza funzionale utilizzando metodi come RT-ddPCR in una fase e/o WB per quantificare rispettivamente i livelli dell'mRNA o della proteina target. Entrambi i test possono essere utilizzati in parallelo per dimostrare la coerenza. Bio-Rad™ Laboratories, Inc. offre diversi prodotti per aiutare gli scienziati a sviluppare test di potenza accurati durante lo sviluppo di terapie cellulari e geniche (Figura 5). Ad esempio, il western blotting Bio-Rad Stain-Free è un metodo rapido (può essere eseguito in circa 4 ore) ed a basso costo che consente una quantificazione più affidabile. Inoltre, Bio-Rad one-step RT-ddPCR offre agli scienziati uno strumento eccezionale per misurare l'espressione del transgene con maggiore precisione ed accuratezza.

Conclusioni

Robusti test di potenza per terapie cellulari e geniche forniscono informazioni essenziali sull'efficacia, la sicurezza ed i profili farmacodinamici di questi prodotti. I test di potenza devono essere eseguiti in diverse fasi dello sviluppo del flusso di lavoro di produzione del prodotto e sono un prerequisito per ottenere l'approvazione da parte delle agenzie di regolamentazione. Bio-Rad offre un'ampia gamma di strumenti analitici per aiutare gli scienziati biofarmaceutici a sviluppare questi test in modo efficiente.

Da:

https://www.bio-rad.com/webroot/web/pdf/lsr/gated/Bulletin_3374.pdf